A Clostridium difficile infekciók mikrobiológiai diagnosztikai lehetőségei

INFEKCIÓKONTROLL

A Clostridium difficile infekciók mikrobiológiai diagnosztikai lehetőségei Dr. Urbán Edit, Szegedi Tudományegyetem, Általános Orvostudományi Kar, Klinikai Mikrobiológiai Diagnosztikai Intézet A toxin-termelő Clostridium difficile törzsek felelősek leggyakrabban az antibiotikum használattal összefüggő hasmenésekért, jelentőségük mind a nem kórházi eredetű megbetegedések egyre emelkedő száma, mind a súlyosabb megbetegedéseket okozó, elsősorban járványos előfordulású új törzs, a 027 PCR-ribotípus miatt nő. Az infekciók kialakulásában több tényező játszhat szerepet: a normál bélflóra károsodása, toxintermelő törzs kolonizációja, idős kor, de előfordul, hogy semmilyen rizikófaktor nem szerepel az egyébként ép immunrendszerű, gyakran fiatal beteg anamnézisében. Az elmúlt két évben az egészségügyi ellátással összefüggő C. difficile fertőzés kiemelkedő problémává vált hazánkban: jelenleg a legnagyobb esetszámban bejelentett kórházi fertőzés, incidenciája 2011-ről 2012-re több mint kétszeresére nőtt. A diagnosztikai módszerek fejlődése, a gyors és megbízható laboratóriumi diagnosztika – alapvető fontosságú – a betegség etiológiájának kiderítése, a relapszusok számának – és a morbiditásnak a csökkentése, infekciókontroll tevékenység kivitelezésének segítése érdekében. A közlemény a jelenleg Magyarországon elérhető diagnosztikai módszereket, hazai és nemzetközi diagnosztikai algoritmusokat mutatja be. Toxin-producing Clostridium difficile is responsible for the majority of antibiotic-associated diarrhoea. Its significance is getting more and more important due to the increasing number of community-acquired cases and the emergence of PCR ribotype 027, associated with more severe clinical picture. Several factors may play a role in the development of C. difficile infections, such as damaged bowel flora, colonization with toxinproducing strains, and advanced age of the patient, however in some cases, no risk factors could be identified in the past medical history of otherwise healthy patient. During the last two years, healthcare-associated C. difficile infections are significant problem in Hungary: this infection is associated with the highest reported case number in hospital settings, and its incidence is more than doubled from 2011 to 2012. Advances in the laboratory diagnosis, rapid and reliable laboratory methods are essential to explore the aetiology of a disease, to decrease the morbidity and the number of relapses, and to carry out infection control measures. This paper shows an overview of laboratory diagnostic methods available in Hungary, as well as local and international laboratory diagnostic algorithms.

24

IME XII. ÉVFOLYAM 8. SZÁM 2013. OKTÓBER

BEVEZETÉS A toxin-termelő Clostridium difficile törzsek felelősek leggyakrabban az antibiotikum használattal összefüggő hasmenésekért. A spóra-képző, Gram-pozitív, anaerob, A és B exotoxint termelő baktérium az összes, antibiotikum-használattal összefüggésben kialakuló hasmenések mintegy 25%-áért tehető felelőssé, de súlyos kimenetelű colitis esetén kóroki aránya ennél magasabb is lehet [1]. A C. difficile patogenitási szigete (PaLoc) két génből áll, az enterotoxin A-t (TcdA), illetve a citotoxin B-t (TcdB) kódoló génekből (a binary toxin termeléséért felelős gének a PaLoc-on kívül helyezkednek el). Ezek a nagy exotoxinok – a 308 kDa-os A enterotoxin, valamint a 269 kDa-os B citotoxin – több mint 45 %-os aminosav-sorrendbeli homológiát mutatnak. A patogén törzsek mindkét toxin (sőt sok esetben még a binary toxin) egyidejű termelésére képesek. Az A illetve B toxin feltehetőleg szinergistaként működik, ugyanis a kutatások alapján a B toxin hatása az A toxin szövetroncsolásától függ. Bár az A toxint teszik elsősorban felelőssé az enterális tünetek kialakításáért, egyre nagyobb számú tanulmány jelenik meg A toxin-negatív törzsek által okozott megbetegedésekről, ahol a B toxinnak egy jelentős, az A toxintól független, patogenitásban betöltött szerepet tulajdonítanak [2]. Az elmúlt években néhány ilyen, A toxin-negatív törzsek által okozott járványt írtak le [3,4]. A nemrégiben felfedezett új binary toxin is a figyelem középpontjába került, mint potenciálisan új virulencia faktor: ez a toxin egy aktin-specifikus adenozin-difoszfát-riboziltranszferáz, a C. difficile törzsek mintegy 4 %-ában lehet jelen. A binary toxint két gén kódolja, a cdtA gén, amely az enzimatikus funkciókért felelős, illetve a cdtB gén, amely a binding komponenst kódolja. A C. difficile pathogenitásában való konkrét szerepe még nem ismert, viszont az a C. difficile törzs, melyből először izolálták ezt a toxin-típust, súlyos pseudomembranózus colitist okozott [5,6]. A C. difficile-nek jelenlegi ismereteink szerint több mint 150 ribotípusa és 24 toxintípusa létezik. A C. difficile fertőzés (CDI) tünetei az enyhe hasmenéstől, a hasi fájdalommal, lázzal vagy fehérvérsejtszám növekedéssel járó súlyos betegségig terjedhetnek. A gazdaszervezet fogékonysága a C. difficile okozta fertőzésre az A és B toxinokra adott immunválasztól is függ. A súlyos megbetegedések jellegzetes megjelenési formája a pseudomembranosus colitis, ennek szövődménye lehet a toxikus megacolon, melyhez a vastagbél átfúródása, szepszis társulhat, jelentős halálozással [7]. A CDI, a jelentős megbetegedési és halálozási következmények miatt, napjainkban prioritásként kezelt népegészségügyi probléma, valamint az European Centre for

INFEKCIÓKONTROLL

Disease Prevention and Control (ECDC) kiemelt népegészségügyi területe. Ma már jelentősége egyrészt a nem kórházi eredetű megbetegedések egyre emelkedő száma, illetve a külföldön már a mintegy 10 éve járványos megbetegedéseket okozó, hazánkban először 2007-ben kimutatott [8], új törzs, a 027 PCR-ribotípus miatt nő. A CDI kialakulásában számos predisponáló tényező játszhat szerepet: a normál bélflóra megváltozása, felbomlása, a toxintermelő C. difficile törzs kolonizációja, elszaporodása, ill. a toxinhatás kifejlődése. A normál bélflóra károsodása főként az alkalmazott antibiotikum hatásának következménye lehet, gyakorlatilag minden antibiotikummal kapcsolatosan leírták a megbetegedés kialakulását, azonban gyakran a fluoroquinolonok meggondolatlan alkalmazását követően észleljük. C. difficile által előidézett colitis-t leírtak citosztatikus kezelés során is, de előfordul – az utóbbi időben gyakrabban –, hogy sem antibiotikum-, sem citosztatikus kezelés, sem protonpumpagátló kezelés nem szerepel a beteg anamnézisben [9]. Az elmúlt két évben az egészségügyi ellátással összefüggő C. difficile fertőzés kiemelkedő problémává vált hazánkban: jelenleg a legnagyobb esetszámban bejelentett kórházi fertőzés, a fertőzés incidenciája 2011-ről 2012-re több mint kétszeresére nőtt. A laboratóriumok számára mindenütt elérhető korszerű, gyors diagnosztika, amely ma már elengedhetetlen minden rutin diagnosztikai laboratórium számára, alapvető fontosságú a betegség etiológiájának kiderítése, a relapszusok számának- és a morbiditás csökkentése, nozokómiális járványok kialakulásának megelőzése, infekciókontroll tevékenység kivitelezésének segítése miatt. A különböző diagnosztikai módszerek összehasonlítását az 1. táblázat mutatja be.

LABORATÓRIUMI DIAGNOSZTIKAI MÓDSZEREK Citotoxin neutralizációs próba sejtkultúrán (Cell culture cytotoxicity neutralization assay, CCCNA) A toxinok citopátiás hatásának kimutatása a széklet szuszpenziójának centrifugált, szűrt felülúszójából (vagy a folyékony tenyészet szűrt felülúszójából) feles hígítások alkalmazásával, C. sordelli antitoxin vagy C. difficile antitoxinnal történő neutralizációs próbával történik a megfelelő monolayer sejtvonalon. Számos különböző, laboratóriumban alkalmazott sejtvonalat használnak erre a célra: mint pl. humán fibroblastok, Vero-, McCoy- sejtvonalak, MRC-5 tüdő fibroblast, HeLa cervikális adenocarcinoma és Hep2 sejtek. A megfelelő körülmények között történő 24, illetve 48 óra inkubációt követően a toxin-indukált citopátiás hatás a sejteken inverz mikroszkópot használva megfigyelhető. Abban az esetben, ha a citopátiás hatás látható a sejtkultúrán, a nem-specifikus toxicitás kiküszöbölése miatt el kell végezni a neutralizációs tesztet a mintából. Bár főként a B toxinnak van kifejezett citotoxikus hatása, tehát elsődlegesen a módszer a B toxin kimutatására alkalmas, azonban a módszerrel az A toxin enyhébb citotoxikus hatása is kimutatható [10]. Az A toxin kódolásáért felelős gének molekuláris vizsgálata során, azonosítottak olyan toxin A variáns törzseket (A toxint nem termelő, B toxint termelő), melyek több mint 1,7 kb-nyi deléciót hordoznak az A toxint kódoló gén „repeat” régiójában. A mutáció PCR technikával detektálható, a cytotoxicitási teszt különböző sejtvonalakon pozitív eredményt ad az intakt B toxin jelenléte miatt. A módszer szenzitivitása a közölt adatok alapján igen széles határok között változik: 65%90% [11]. A szenzitivitást számos tényező befolyásolja: a

1. táblázat A különböző diagnosztikai módszerek összehasonlítása


25

INFEKCIÓKONTROLL

toxin degradálódhat a mintában, tehát a székletminta hoszszas tárolása szobahőn fals negatív eredményhez vezethet, függ a felhasznált sejtvonaltól, a preanalitikai-analitikai tényezőktől, esetlegesen az alkalmazott antibiotikum terápiától. Általában a szakirodalomban a közlemények – annak ellenére, hogy a módszer szenzitivitása nem megbízható – az összehasonlító vizsgálatok esetében a citotoxin neutralizációs módszert „gold standard”-ként említik. A laboratóriumok ma már kevéssé használják a mindennapos rutin diagnosztikai tevékenységük során, ugyanis a módszer hosszadalmas, időigényes, a sejtvonal fenntartását, kezelését biztosító megfelelő laboratóriumi hátteret igényel [12].

sítása szempontjából is rendkívül lényeges. A tenyésztéses módszer rutin diagnosztikában történő alkalmazása (annak ellenére, hogy epidemiológiai szempontból kiemelt jelentőségű), egyre kevésbé elterjedt, elsősorban idő-, munka- és anaerob termosztát igénye miatt. Megjelentek olyan irodalmi hivatkozások, mint a SHEA/IDSA irányelv [11], mely a törzs tenyésztése utáni toxinstátusz ellenőrzését „gold-standard”-ként ajánlja a különböző diagnosztikai módszerek összehasonlítása esetén, azonban vannak olyan közlemények, melyek szerint bár a pozitív esetek aránya magasabb, a klinikailag releváns esetek bizonyítására nem tartják jobbnak a módszert a CCCNA-nál [12].

Toxin-termelő törzs tenyésztése A toxin termelés kimutatása a különböző módszerekkel nemcsak a székletmintából közvetlenül, hanem a székletből izolált törzs esetén is történhet. Ennek a lényege természetesen a székletminta anaerob körülmények között, szelektív táptalajon történő tenyésztése, majd a kitenyészett törzs toxinstátuszának bizonyítása. A törzsek minél nagyobb arányban történő kitenyésztésére, a tenyésztés szelektivitásának elősegítésére több szerző a hősokk-, illetve alkohol sokk kezelést ajánlja a tenyésztés előtt, ezzel elősegítve a mintában lévő spórák túlélését, majd később a megfelelő körülmények közötti germinálódását. Különböző típusú szelektív táptalajok használatosak a rutin diagnosztikában, főleg a törzsek azon tulajdonságát felhasználva, hogy képesek a fruktózt fermentálni. A legáltalánosabban elterjedt a cycloserin-cefoxitin-fruktóz agar (CCFA), ahol a szelektivitását a cycloserin és cefoxitin biztosítja, amelyek hatékonyan gátolják az anaerob és fakultatív anaerob baktériumok szaporodását, de ennek számos módosítása (pl. cefoxitin cycloserin egg yolk agar CCEY/Brazier agar, CMA cefoxitin-mannitol agar, CMBA cefoxitin-mannitol vértartalmú agar, TCCA taurocholsav-cycloserin-cefoxitin agar) is ismert és használt [13]. A legújabb diagnosztikai módszerek között fontos megemlíteni a chromogén szubsztrátokat tartalmazó, különböző gyártók által forgalmazott táptalajokat, melyeken nemcsak izoláljuk a kórokozót, hanem a specifikus chromogén szubsztrát segítségével már identifikálni is lehet a kitenyésztett baktériumtörzset egy lépésben. Bár a chromogén táptalajok szenzitivitása magas: 97-99%, a rutin diagnosztikában való mindennapos alkalmazásuk ma még meglehetősen drága [14]. A kitenyészett törzseket a hagyományos táptalajokról különböző (biokémiai próbák, gyári kitek, MALDI-TOF) módszerekkel a jellegzetes sajátságokat felhasználva (típusos szag, telepmorfológia, UV fluoreszcencia) viszonylag egyszerűen tudjuk identifikálni. Az izolált, majd identifikált telepekből folyékony (BHI brain heart infusion, CM húsos bouillon), szubkultúrát kell készíteni, majd az inkubációs idő letelte után a logaritmikus fázisban lévő folyékony tenyészet felülúszójából kell elvégezni a toxin vizsgálatot valamelyik módszerrel. A tenyésztés – főleg epidémiás helyzetben – nemcsak a törzs toxinstátuszának meghatározása szempontjából fontos, hanem az esetleges járvány kialakulásakor a ribotípus meghatározása, a járványért felelős törzs azono-

Toxin immunoassay-ek, enzim immonoassay-ek (EIA) A különböző típusú enzim-immono-assay módszerek a C. difficile toxin(ok) ellen termeltetett monoklonális, illetve poliklonális ellenanyagokat használják. Gyakorlatilag az elmúlt évtizedig a C. difficile toxin kimutatási módszerek közül az EIA módszerek egyeduralkodóak voltak a klinikai laboratóriumokban. Számos gyártó különböző típusú EIA terméke elérhető ma Magyarországon: a teljesség igénye nélkül pl. Prima System C. difficile Tox A, (Trinity Biotech), VIDAS C. difficile Tox A/B (bioMérieux), ImmunoCard C. difficile (Meridian Diagnostics Inc.), Triage Micro C. difficile (Biosite Diagnostics), Premier Cytoclone A/B (Meridian Diagnostics Inc.) és C. difficile Tox A/B (Techlab Inc.). Kezdetben ezeket a teszteket főleg a toxin A kimutatására fejlesztették ki, de ezekkel a kitekkel nem mutatható ki a B toxin jelenléte, az immunodomináns régió hiánya következtében. Ma már egyre inkább az A és B toxinok egyidejű, egymás melletti kimutatására is alkalmas módszerek használatosak a rutin diagnosztikai laboratóriumokban, mivel fontos az A toxint nem termelő B toxint termelő törzsek kimutatása is a megnövekedett előfordulás, klinikai jelentőség miatt. A másik elterjedt, gyors módszer jelenleg a különböző, immunkromatográfián alapuló tesztek: pl. a C. difficile Toxin A Test (Oxoid), ezek munka- és időigénye rendkívül csekély (30-50 perc), könnyen kivitelezhetőek akár a kórházi osztályokon is („ágy mellett” POCT tesztek) elvégezhetőek. A módszer előnye a viszonylag alacsony ára, a rövid detektálási idő, (bár ez függ a különböző teszt-típusoktól). A kereskedelmi forgalomban kapható kit-ek specificitása és szenzitivitása az elérhető irodalmi adatok alapján igen eltérő, széles határok között mozog: 40-100% [15, 16]. „Gold standard”-ként az összehasonlító vizsgálatokat végző közlemények a citotoxin neutralizációs próbát, illetve a toxin-termelő törzs tenyésztését alkalmazták. Eastwood és mtsai közleménye szerint az immonoassay tesztek specificitása és szenzitivitása nagymértékben függött az összehasonlítás során alkalmazott „gold standard” módszertől [17].

26


Glutamát-dehidrogenáz antigén kimutatása A glutamát-dehidrogenáz (GDH) metabolikus enzim, melyet a gluD gén kódol. Ezt az enzimet mind a toxin-termelő, mind a toxint nem termelő törzsek nagy mennyiségben termelik, azonban a Clostridium sordellii törzsek is

INFEKCIÓKONTROLL

gyakran keresztreakciót adhatnak. Ezért a módszer „screening” (szűrő) módszerként használatos, a negatív prediktív értéke igen magas, pozitív esetben azonban a toxin-termelést valamilyen más módszerrel (EIA, molekuláris módszerek) konfirmálni kell. A GDH kimutatására számos gyártó forgalmaz teszteket. A módszerek elve vagy plates EIA, vagy immunkromatográfián alapul. A különböző módszerek szenzitivitása hasonló: 80-100% közötti [18]. A módszer előnye, hogy a negatív eredményt rövid „turn around time” múlva közölni lehet a klinikussal. Az eszközigény minimális, ára alacsony, különösen, ha a molekuláris módszerekhez viszonyítjuk. A GDH kimutatás különösen azoknak a rutin diagnosztikai laboratóriumoknak ajánlott szűrőmódszerként, amelyek nincsenek felkészülve molekuláris diagnosztikai módszerek rutinszerű alkalmazására. Az elmúlt években megjelentek olyan közlemények, melyek vitatták a GDH kimutatás szűrőmódszerként történő alkalmazását: Tenover és mtsai szerint a GDH kimutatás szenzitivitása változó az egyes ribotípusok esetében, kutatásai szerint vannak olyan ribotípusok, melyek alacsony mértékben termelnek GDH enzimet, így ez a kit-ek kimutathatósági határa alatt van [19]. Ellentétes eredményre jutottak Carman és mtsai, akik vizsgálataikban 3 különböző GDH kimutatási módszert hasonlítottak össze, különböző ribotípusok esetén és az öszszes, általuk vizsgált ribotípusba tartozó izolátum magas szinten termelte a GDH enzimet, mely minden teszttel egyértelműen, könnyen kimutatható volt [20]. Kombinált módszerek: GDH kimutatás + toxin kimutatás egy lépésben Több olyan gyári diagnosztikai készítmény van a laboratóriumi gyakorlatban, amely kombinálja egy lépésben a GDH- és a toxin kimutatást: pl. GDH és toxin EIA módszerek egy plate-en, immunkromatográfiás módszerek egy kitben (Quick CHEK). Ezek a tesztek viszonylag gyorsan kivitelezhetőek és egyelőre még olcsóbbak, mint a molekuláris diagnosztikai tesztek [15, 21, 22]. A GDH kimutatás része a teszteknek hasonló szenzitivitású, mint az egyedüli teszteké, azonban a kombinált tesztekben alkalmazott toxin kimutatási EIA módszerek szenzitivitása alatta marad az egye-

düliként alkalmazott hasonló tesztekének. Általánosságban: ha mind a GDH, mind a toxin kimutatás negatív: viszonylag magas biztonsággal megadhatjuk a negatív eredményt, ha a GDH és a toxin kimutatás is pozitív ugyanilyen biztonsággal pozitívként interpretálhatjuk a mintát. Abban az estben, ha a minta GDH pozitív, de toxin negatív, valamelyik konfirmáló módszerrel (CCCN, vagy molekuláris módszer) meg kell erősíteni az eredményt [23, 24, 25]. Molekuláris módszerek a közvetlen székletből történő toxin kimutatásra Közvetlenül a székletmintákból történő C. difficile toxinok kimutatására a nukleinsav amplifikáción alapuló molekuláris módszereket (NAAT) az 1990-es évek elején kezdték el a szakirodalomban közölni [26]. Ezek a korai publikációk a konvencionális PCR módszereket mutatták be, melyek során különböző gén targetet használtak (tcdA, tcdB és 16S rRNS gének). A real-time PCR módszerrel egy nap alatt kiadható az eredmény, ami rövidebb, mint ha a citotoxicitási módszert alkalmaznánk. Jóval kevésbé munkaigényes, mint az egyéb módszerek, ha nem vesszük figyelembe a PCR utáni analízisre fordított időt. Másik nagy előnye a real-time PCR módszernek, hogy igen alacsony a kontamináció valószínűsége, valamint kiszűrhetők vele az aszimptomatikus hordozók. Ekkor még ezek a módszerek azért viszonylag időigényesek voltak, a PCR termékeket gél elektroforézissel, illetve Southern blot analízissel mutatták ki és számos esetben egyéb Clostridium speciesekkel keresztreakciót adott. Mára azonban, köszönhetően a molekuláris diagnosztikai módszerek dinamikus fejlődésének, a toxinok detektálása sokkal kifinomultabb, szenzitívebb, a kimutathatósági határ jelentősen lecsökkent [27]. A közvetlenül a székletmintából történő DNS extrakció a bevezetésre került újabb nukleinsav kivonó kit-ek alkalmazásával számottevően javult, a real-time PCR berendezések (Cepheid SmartCycler, Roche LightCycler, Bio-Rad iCycler IQ) ma már a laboratóriumok számára elérhetővé váltak. Számos új, korszerű gyári kit van a forgalomban, ebből ma Magyarországon három elérhető: elsőként a manuális kivitelezésű BD GeneOhm Cdiff (BD Diagnostics, US) – mely módszert

2. táblázat Magyarországon forgalomban lévő NAAT módszerek összehasonlítása


27

INFEKCIÓKONTROLL

a Cepheid SmartCycler készülékre tervezték – került bevezetésre 2009-ben [28]. A módszer során a törzsek konzervált tcdB régióit amplifikálják, majd az amplifikált terméket fluorogén target-specifikus hibridizációs próbával detektálják. Újabban vezették be a modern, automatizált változatát: BD Max Cdiff néven, mely jelentősen csökkentette a kivitelezési időt, ez a minták számától függően kb. 3 óra [29]. Nem csak a tcdB gén, hanem a binary toxin gének, illetve a 117 nucleotid delécióját a tcdC génen (a 027/NAP1/B1 törzsek genetikai markere) detektálja a Xpert C. difficile Epi teszt (Cepheid US) [30]. A módszer egyszerű, gyors, könynyen kivitelezhető, automatizált, gyakorlatilag egy kazettában játszódik le az összes folyamat. Az Illumigene módszer (Meridian Bioscience, US), a kacs mediált izothermális amplifikáción („loop-mediated isothermic amplification” LAMP) alapszik. Ez a módszer a tcdA konzervált 5ʼ szekvenciáját mutatja ki a PaLoc-ban, 4 primert használva, mely hat különböző régiót jelöl ki, így a toxin A negatív, toxin B pozitív törzseket is képes kimutatni [31]. Ezek a módszerek minden esetben jóval érzékenyebbek, mint más módszerek, azonban a közlemények szerint egyik fő hibájuk, hogy nem tesznek különbséget az aktív infekció és az aszimptomatikus hordozó állapot között, tehát minden esetben rendkívül fontos a klinikai kép ismerete, a klinikussal történő konzultáció (2. táblázat). DIAGNOSZTIKAI ALGORITMUSOK A molekuláris módszerek specificitása és szenzitivitása kimagaslik az összes szóba jövő diagnosztikai módszer közül, azonban jelenleg (főként a hazai laboratóriumok számára) „stand alone” (egyedüli) tesztként történő használata nem elérhető, csak néhány laboratórium számára, elsősorban műszerigényessége és költsége miatt. Ezért sok labo-

ratórium úgynevezett két-, illetve háromlépcsős diagnosztikai algoritmust vezetett be a rutin diagnosztikába. Első lépésként több laboratórium a GDH kimutatást használja valamelyik (EIA, immunkromatográfiás) módszerrel. Amenynyiben a teszt eredménye negatív, egyéb kiegészítő, konfirmáló módszer alkalmazása nélkül a negatív eredményt közlik a klinikussal. Ha a GDH kimutatás eredménye pozitív, A és B toxin kimutatási módszert alkalmaznak, megerősítő módszerként: a kétlépéses algoritmusban ez egy molekuláris módszer és az eredményközlés a molekuláris teszt eredményén alapul. A háromlépéses diagnosztikai algoritmust használva szűrőmódszerként szintén a GDH kimutatást alkalmazzák, a pozitív mintákból második lépésként a toxin A/B jelenlétét EIA módszerrel mutatják ki: ha a GDH kimutatás és a toxinkimutatás pozitív, pozitív eredményt kap a klinikus. A GDH pozitív, toxin negatív mintákból harmadik lépésként konfirmáló tesztként molekuláris diagnosztikai módszert alkalmaznak [11, 32, 33]. Az Egyesült Királyságban az amerikai ajánlásoktól teljesen eltérő stratégiát követnek: az angliai NHS (National Health Services) laboratóriumai vagy GDH kimutatást, vagy molekuláris módszert használnak szűrőmódszerként a C. difficile kimutatására, majd EIA módszerrel erősítik meg a diagnózist. Az ajánlás előnye az, hogy mind a GDH kimutatásnak, mind a molekuláris módszereknek magas a negatív prediktív értéke, így a biztosan negatív eredményt gyorsan közölni lehet a beküldő orvossal. Abban az esetben, ha a molekuláris teszt eredménye pozitív, de a toxinkimutatás az EIA módszerrel negatív, „potenciális C. difficile ürítő” eredményt kap a klinikus, a beteget elkülönítik, de terápiát nem igényel [33]. Hazai ajánlások A ma Magyarországon érvényben lévő ajánlás 2011 áprilisában jelent meg: „Módszertani levél a Clostridium diffi-

1. ábra A Clostridium difficile infekció laboratóriumi diagnózisának algoritmusa [34]

28


INFEKCIÓKONTROLL

cile fertőzések diagnosztikájáról, terápiájáról és megelőzéséről” (Epinfo 18. évfolyam 4. különszám) [34]. Az irányelv némileg eltér a nemzetközi irányelvektől, azonban hamarosan revízióra kerül. Az ajánlás kimondja, hogy CDI gyanúja esetén hasmenéses székletminta laboratóriumba küldése javasolt. A székletmintából direkt toxinkimutatást és C. difficile irányában történő tenyésztést lehetőség szerint egyidejűleg kell elvégezni. Gyors diagnosztikát jelent az A és B toxin jelenlétének kimutatása, amit hasznosan kiegészíthet a glutamát dehidrogenáz (GDH) magas szenzitivitású, kevésbé jó specificitású antigén detektáló kit alkalmazása, ugyanakkor a járványügyi szempontból fontos tipizáláshoz elengedhetetlen az izolátumok kitenyésztése is. (1. ábra)

•

•

•

•

Ha a direkt toxinkimutatás és/vagy a tenyésztéssel toxintermelő C. difficile jelenléte nem igazolható, a C. difficile fertőzés kizárható. Ha a direkt toxinkimutatás pozitív és/vagy a tenyésztéssel toxintermelő C. difficile jelenléte igazolható, valamint a klinikai tünetek a CDI-nek megfelelnek, a C. difficile fertőzés igazolt. Ha a direkt toxinkimutatás negatív és/vagy a C. difficile tenyésztés pozitív, el kell végezni az izolált törzs levestenyészetéből a törzs toxintermelésének vizsgálatát. Ha a direkt toxinkimutatás pozitív és/vagy a C. difficile tenyésztés negatív, újabb székletminta vizsgálata javasolt, de ha a beteg klinikai tünetei súlyos CDI-nek felelnek meg, akkor a kezelést meg kell kezdeni és ezzel egyidőben javasolt az újabb székletminta vétele.

IRODALOMJEGYZÉK [1] Bartlett JG, Chang TW, Gurwith M, Gorbach SL, Onderdonk AB: Antibiotic-associated pseudomembranous colitis due to toxin-producing clostridia, N Engl J Med, 1978; 298:531-534. [2] Voth DE, Ballard JD: Clostridium difficile toxins: mechanism of action and role in disease. Clin Microbiol Rev, 2005; 18(2):247-63. [3] Kim H, Riley TV, Kim M et al: Increasing prevalence of toxin A-negative, toxin B-positive isolates of Clostridium difficile in Korea: impact on laboratory diagnosis, J Clin Microbiol, 2008; 46(3):1116 – 1117. [4] Shin BM, Kuak EY, Yoo SJ, Shin W C, Yoo HM: Emerging toxin A−B+ variant strain of Clostridium difficile responsible for pseudomembranous colitis at a tertiary care hospital in Korea, Diagn Microbiol Infect Dis, 2008; 60:333–337. [5] Amit Sundriyal, Roberts AK, Ling R, McGlashan J, Shone CC, Acharya KR: Expression, purification and cell cytotoxicity of actin-modifying binary toxin from Clostridium difficile, Protein Expr Purif, 2010;74(1):42-48. [6] McDonald LC, Killgore GE, Thompson A, Owens RC Jr, Kazakova SV, Sambol SP, Johnson S, Gerding DN: An epidemic, toxin gene-variant strain of Clostridium difficile, N Engl J Med, 2005;353(23):2433-2441. [7] Bartlett JG, Gerding DN: Clinical recognition and diagnosis of Clostridium difficile infection, Clin Infect Dis, 2008;46(S1)2-8. [8] Terhes G, Urbán E, Konkoly-Thege M, Székely E, Brazier JS, Kuijper EJ, Nagy E: First isolation of Clostridium difficile PCR ribotype 027 from a patient with severe persistent diarrhoea in Hungary, Clin Microbiol Infect, 2009;15(9):885-886. [9] Chitnis AS, Holzbauer SM, Belflower RM, Winston LG, Bamberg WM, Lyons C, Farley MM, Dumyati GK, Wilson LE, Beldavs ZG, Dunn JR, Gould LH, MacCannell DR, Gerding DN, McDonald LC, Lessa FC:

Epidemiology of community-associated Clostridium difficile infection, 2009 through 2011, JAMA Intern Med, 2013;173(14):1359-1367. [10] Lyerly DM, Krivan HC, Wilkins TD: Clostridium difficile: its disease and toxins, Clin Microbiol Rev, 1988;1(1):118. [11] Cohen SH, Gerding DN, Johnson S, Kelly CP, Loo VG, McDonald LC, Pepin J, Wilcox MH, Society for Healthcare Epidemiology of America; Infectious Diseases Society of America: Clinical practice guidelines for Clostridium difficile infection in adults: 2010 update by the society for healthcare epidemiology of America (SHEA) and the infectious diseases society of America (IDSA), Infect Control Hosp Epidemiol, 2010;31(5):431-55. [12]Planche T, Wilcox M: Reference assays for Clostridium difficile infection: one or two gold standards? J Clin Pathol, 2011;64(1):1-5. [13] Hink T, Burnham CA, Dubberke ER: A systematic evaluation of methods to optimize culture-based recovery of Clostridium difficile from stool specimens, Anaerobe, 2013;19:39-43. [14] Eckert C, Burghoffer B, Lalande V, Barbut F: Evaluation of the chromogenic agar chromID C. difficile, J Clin Microbiol, 2013;51(3):1002-1004. [15] Chapin KC, Dickenson RA, Wu F, Andrea SB: Comparison of five assays for detection of Clostridium difficile toxin, J Mol Diagn, 2011;13(4):395-400. [16] Musher DM, Manhas A, Jain P, Nuila F, Waqar A, Logan N, Marino B, Graviss EA: Detection of Clostridium difficile toxin: comparison of enzyme immunoassay results with results obtained by cytotoxicity assay, J Clin Microbiol, 2007;45(8):2737-2739. [17] Eastwood K, Else P, Charlett A, Wilcox M: Comparison of nine commercially available Clostridium difficile toxin detection assays, a real-time PCR assay for C. difficile


29

INFEKCIÓKONTROLL

tcdB, and a glutamate dehydrogenase detection assay to cytotoxin testing and cytotoxigenic culture methods, J Clin Microbiol, 2009;47(10):3211-3217. [18] Fenner L, Widmer AF, Goy G, Rudin S, Frei R: Rapid and reliable diagnostic algorithm for detection of Clostridium difficile, J Clin Microbiol, 2008;46(1):328-30. [19] Tenover FC, Novak-Weekley S, Woods CW, Peterson LR, Davis T, Schreckenberger P, Fang FC, Dascal A, Gerding DN et al: Impact of strain type on detection of toxigenic Clostridium difficile: comparison of molecular diagnostic and enzyme immunoassay approaches, J Clin Microbiol, 2010;48(10):3719-3724. [20] Carman RJ, Wickham KN, Chen L, Lawrence AM, Boone JH, Wilkins TD, Kerkering TM, Lyerly DM: Glutamate dehydrogenase is highly conserved among Clostridium difficile ribotypes, J Clin Microbiol, 2012;50(4):1425-1426. [21] Novak-Weekley SM, Marlowe EM, Miller JM, Cumpio J, Nomura JH, Vance PH, Weissfeld A: Clostridium difficile testing in the clinical laboratory by use of multiple testing algorithms, J Clin Microbiol, 2010;48(3):889-893. [22] Sharp SE, Ruden LO, Pohl JC, Hatcher PA, Jayne LM, Ivie WM: Evaluation of the C.Diff Quick Chek Complete Assay, a new glutamate dehydrogenase and A/B toxin combination lateral flow assay for use in rapid, simple diagnosis of Clostridium difficile disease, J Clin Microbiol, 2010;48(6):2082-2086. [23] Carroll KC: Tests for the diagnosis of Clostridium difficile infection: the next generation, Anaerobe, 2011;17(4): 170-174. [24] Culbreath K, Ager E, Nemeyer RJ, Kerr A, Gilligan PH: Evolution of testing algorithms at a university hospital for detection of Clostridium difficile infections, J Clin Microbiol, 2012; 50(9):3073-3076. [25] Vasoo S, Stevens J, Portillo L, Barza R, Schejbal D, Wu MM, Chancey C, Singh KJ: Cost-effectiveness of a modified two-step algorithm using a combined glutamate dehydrogenase/toxin enzyme immunoassay and realtime PCR for the diagnosis of Clostridium difficile infection. Microbiol Immunol Infect, 2012 Aug 23. In press

[26] Wren B, Clayton C, Tabaqchali S: Rapid identification of toxigenic Clostridium difficile by polymerase chain reaction. Lancet, 1990;335(8686):423. [27] Bélanger SD, Boissinot M, Clairoux N, Picard FJ, Bergeron MG: Rapid detection of Clostridium difficile in feces by real-time PCR. J Clin Microbiol 2003;41(2): 730-734. [28] Stamper PD, Alcabasa R, Aird D, Babiker W, Wehrlin J, Ikpeama I, Carroll KC: Comparison of a commercial real-time PCR assay for tcdB detection to a cell culture cytotoxicity assay and toxigenic culture for direct detection of toxin-producing Clostridium difficile in clinical samples. J Clin Microbiol, 2009;47(2):373-378. [29] Le Guern R, Herwegh S, Grandbastien B, Courcol R, Wallet F: Evaluation of a new molecular test, the BD Max Cdiff, for detection of toxigenic Clostridium difficile in fecal samples, J Clin Microbiol, 2012;50(9):3089-3090. [30] Shin S, Kim M, Kim M, Lim H, Kim H, Lee K, Chong Y: Evaluation of the Xpert Clostridium difficile assay for the diagnosis of Clostridium difficile infection, Ann Lab Med, 2012;32(5):355-358. [31] Ylisiurua P, Koskela M, Vainio O, Tuokko H: Comparison of antigen and two molecular methods for the detection of Clostridium difficile toxins, Scand J Infect Dis, 2013;45(1):19-25. [32] Wilcox MH: Overcoming barriers to effective recognition and diagnosis of Clostridium difficile infection, Clin Microbiol Infect, 2012;18 Suppl 6:13-20. [33] Crobach MJ, Dekkers OM, Wilcox MH, Kuijper EJ. European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID): data review and recommendations for diagnosing Clostridium difficile-infection (CDI), Clin Microbiol Infect, 2009 Dec; 15(12):1053-66. [34] Az Országos Epidemiológiai Központ, az Orvosi Mikrobiológiai Szakmai Kollégium és az Infektológiai Szakmai Kollégium módszertani levele a Clostridium difficile fertőzések diagnosztikájáról, terápiájáról és megelőzéséről. Epinfo, 2011. 4. különszám

A SZERZŐ BEMUTATÁSA Dr. Urbán Edit gyógyszerész, tanszékvezető egyetemi docens, klinikai laboratóriumi vizsgálatok és gyógyszerészi mikrobiológia szakvizsgával rendelkezik. 1991 óta a Szegedi Tudományegyetem Klinikai Mikrobiológiai Diagnosztikai Intézetének munkatársa, gya-

30


kornok, egyetemi tanársegéd, egyetemi adjunktus, majd egyetemi docens. 2002-ben védte meg PhD disszertációját, 2009-ben habilitált. 2002 óta az Országos Anaerob Referencia Laboratórium vezetője. Kutatási témája a humán patogén anaerob baktériumok patogenitási faktorainak vizsgálata, különböző klinikai kórképekben betöltött szerepük vizsgálata.

A Clostridium difficile infekciók mikrobiológiai diagnosztikai lehetőségei

Recommend Documents